domingo, 30 de noviembre de 2014

ESPAÑA: Intercun apuesta por la I+D+i



ESPAÑA : El sector cunícola apuesta por conseguir los máximos estándares de bienestar animal en las granjas.
La Organización Interprofesional de la Carne de Conejo de Granja, INTERCUN y el Instituto Nacional de Investigación y Tecnología Agraria y Alimentaria, INIA, firman un acuerdo de colaboración para desarrollar el proyecto de investigación sobre bienestar animal en conejos de granjas. El acto de firma del convenio se realizó ayer en Madrid con la presencia de D. Manuel Laínez, Director del INIA y D. Miguel Campanales, Presidente de INTERCUN.
Tal y como ha declarado D. Manual Laínez, “este proyecto de investigación forma parte del Plan Estatal de Investigación Científica y Técnica y de Innovación 2013-2016 que tiene como objetivo incrementar la colaboración en materia de I+D+i entre el sector público y las Organizaciones Interprofesionales Agroalimentarias”. Asimismo, Laínez resaltó que esta colaboración del INIA no es sólo en el desarrollo, sino también en materia de financiación y coordinación del proyecto.
En este mismo sentido, D. Miguel Campanales ha declarado que “este acuerdo de colaboración es el resultado de los esfuerzos del sector cunícola español por conseguir los máximos estándares de bienestar animal en las granjas y su apuesta por la investigación científica y la innovación como la base para el desarrollo y el futuro del sector consiguiendo los máximos estándares de bienestar animal en las granjas”.
Además según comentó Campanales, el sector apuesta por el desarrollo de estos acuerdos para la investigación sobre bienestar animal por encima de la normativa que marca el Modelo Europeo de Producción Animal, lo que afianza el compromiso del sector por ofrecer al consumidor un producto, la carne de conejo de granja, de máxima calidad.

miércoles, 26 de noviembre de 2014

La colibacilosis del gazapo lactante


Normalmente entendemos por colibacilosis las enteritis debidas a colibacilos pertenecientes a serotipos reconocidos como patógenos en los gazapos, en este caso que afectan a gazapos durante el primer periodo de lactancia
La colibacilosis es una patología frecuente en cunicultura y junto a las enterocolitis, clostridiosis y coccidiosis conforman practicamente el 95% de las patologías digestivas en cunicultura. En el periodo de lactancia hasta los 25 días de vida son las colibacilosis la patología predominante, encontrándose en ocasiones rotavirus acompañando el proceso.
Una de las características de las colibacilosis de lactantes, sobretodo cuando afectan a gazapos entre 3 y 12 días de vida, es la rápida difusión del proceso en la granja que se puede observar cómo se difunde a  través de los días con nuevos casos alrededor del núcleo inicial de nidales afectados.

Este proceso puede alcanzar niveles dramáticos de mortalidad, pero a menudo se implanta de forma crónica apareciendo sistemáticamente en cada parto cual una espada de Damocles en la granja. Esta cronificación del proceso es a menudo estacional reapareciendo en situaciones de temperatura extremas como son los veranos o inviernos habiendo pasado épocas en que prácticamente estaban desaparecidos.
La instauración de la cronificación se asienta en las reproductoras primíparas y en menor grado hasta las conejas reproductoras de hasta el tercer parto, disminuyendo su incidencia a partir de él no siendo hasta el 8º parto donde vuelve a aparecer en reproductoras que ya están en fases finales productivas.

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Los serotipos patógenos de colibacilosis son propios de cada especie y no son transmisibles entre especies diferentes, siendo el contagio por contacto entre un animal sano y uno portador. El animal portados de la cepa patógena excreta el colibacilo por las heces contaminando el material que está en contacto, como son las jaulas, nidales, material del nido, etc. El cunicultor que manipula los nidales se contamina durante la rutina diaria y es uno de los vehiculadores más importantes del proceso en la instalación.
Los depredadores, perros, gatos y demás oportunistas como roedores comensales, que no desechan nunca un gazapito muerto son otro vehículo de contagio y sobretodo de reservorio en la instalación.  Además está perfectamente estudiado que los colibacilos como E.coli  pueden permanecer infectivos durante muchas semanas en el estiércol.
Cuando se procede a retirar el estiércol de debajo de las jaulas es otro momento crítico que se acompaña de una distribución generalizada de las bacterias. Por ese motivo siempre es recomendable en los vacíos sanitarios primero proceder a extraer el estiércol y después proceder a limpiar las jaulas y equipamientos, pasando posteriormente a la desinfección de la instalación. Este orden es básico de cumplimiento, ya que al limpiar es habitual hacerlo con agua a presión que al incidir esta agua a presión en el estiércol levanta y pulveriza por la instalación restos orgánicos procedentes de la basura de debajo de las jaulas, expandiendo las bacterias por el interior de la nave y obligando luego a que los desinfectantes tengan un mayor trabajo a realizar.

E. coli se encuentra localizado en el tubo digestivo principalmente y se puede encontrar de forma masiva en todas las superficies de los equipos de la instalación, como son las varillas de las jaulas, comederos, nidales, paredes de las jaulas, bebederos y pueden con gran facilidad introducirse en las tuberías a partir de los bebederos sin problemas.

La sintomatología del proceso es muy característica, apareciendo los famosos gazapos rallados o “cebras” en los nidales en las primeras fases de vida y cuando empiezan a desarrollar el pelo la diarrea se circunscribe a la zona perianal. Esta es amarillenta debido a que lógicamente sólo ingieren leche. Cuando el proceso afecta a gazapos de más edad, alrededor de los 30 días de vida, esta se aprecia más marronosa y incluso empieza a hacerse negruzca. No tiene ningún sentido práctico del proceso, únicamente nos indica el tipo de ingesta que predomina en los animales, oscureciéndose a medida que ingieren más porcentaje de pienso y menos de leche materna.
Los animales afectados se enfrían, generalmente aparecen en los laterales de los nidales aislados y mueren rápidamente. Las medicaciones generales no son especialmente eficaces ya que necesitamos que el antibiótico pase por la leche de la madre y alcance el gazapo, una auténtica proeza para antibióticos de digestivo.


La prevención, de vital importancia 

Por ese motivo la prevención tiene una importancia muy elevada en el control del proceso que de otra forma se extiende por la instalación con mayor o menor velocidad y afectación:
  1. Señalar las reproductoras que han padecido el proceso sus gazapos y agruparlas en los partos siguientes separándolas o identificándolas de forma inequívoca.
  2. Preparación a conciencia de las futuras reproductoras. Individualizándolas desde las 11 semanas y controlando la ración diaria, bien administrando pienso específico de reposición o controlando la ración diaria.
  3. Identificando los grupos de riesgo, como son las camadas de reproductoras de los dos primeros partos y las viejas agrupándolas para su mejor control pero claramente apartadas de las del primer grupo (reproductoras que han tenido algún caso en su historia) para evitar contagio en animales susceptibles.
  4. Manteniendo un equilibrio en la entrada de reproductoras jóvenes. Un exceso de animales jóvenes o viejos implica un mayor riesgo para el proceso.
  5. Aplicando polvos antisépticos sobre los gazapos directamente al nacer y repetir a los 6-7 días de vida. Estos polvos antisépticos ayudan a crear un ambiente no propicio para el desarrollo de las bacterias.
  6. Administración de antibióticos en los animales de riesgo desde el parto, ya sea mediante depósito de agua o directamente al bebedero con enrofloxacina o otro antibiótico que pueda alcanzar a los gazapos lactantes y tenga actividad directa en el contenido digestivo de la reproductora para evitar el contagio.
  7. Cuando hay historial de cronoficación de un proceso colibacilar, se recomienda la aplicación mediante pulverización directa de enroflaxacina por encima de los gazapos para detener el contagio. No es recomendable en instalaciones frías.

miércoles, 19 de noviembre de 2014

Características microbiológicas del agua en granjas de conejos del nordeste de Portugal


En este trabajo se presentan los resultados sobre un estudio preliminar de la calidad microbiológica del agua de abastecimiento en granjas de conejos en el noreste de Portugal. Los resultados de los análisis de 12 muestras de agua de granjas fueron negativos para la presencia de coliformes totales, coliformes fecales (Escherichia coli) y estreptococos fecales […]
En este trabajo se presentan los resultados sobre un estudio preliminar de la calidad microbiológica del agua de abastecimiento en granjas de conejos en el noreste de Portugal. Los resultados de los análisis de 12 muestras de agua de granjas fueron negativos para la presencia de coliformes totales, coliformes fecales (Escherichia coli) y estreptococos fecales (Enterococcus spp.).

En todas las muestras, el número total de microorganismos, a 22ºC, fue menos de 100 UFC/ml y a 37ºC fue de menos de 10 UFC/ml. Los resultados de este estudio mostraron una buena calidad microbiológica del agua de las granjas en la muestra. Sin embargo, debe tomarse en consideración el reducido número de granjas y en trabajos futuros las muestras deben de ser también tomadas en el interior de la granja, del agua ofrecida a los conejos.

La calidad del agua de bebida de los conejos es un parámetro fundamental que influencia en la ingestión del alimento y en el comportamiento de los animales afectando sus parámetros productivos y su bienestar.

La calidad microbiológica del agua de consumo viene contrastada a través de indicadores y parámetros relacionados com la contaminación fecal. Por agua potable se entiende toda aquella agua que no está contaminada por desechos humanos o animales o por contacto con residuos agropecuarios, industriales o naturales. Es decir, que mantiene sus características higiénicas y no es un peligro para la salud animal o la salud pública. La capacidad del agua para transmitir los agentes etiológicos de las enfermedades infecciosas es conocido desde la antiguedad.

Los parámetros microbiológicos que determinan la calidad del agua se obtienen por la identificación y aislamiento de bacterias coliformes totales y fecales, enterococos fecales, Clostridiums perfringens y la presencia de microorganismos viables a 37ºC y a 22ºC. Todos estos controles sirven para descartar la posibilidad de contaminaciones fecales del agua y los controles del agua de bebida deben ser efectuados de forma periódica en la explotación cunícola.

El orígen y la calidad del agua suministrada a una granja puede varias com el tiempo y estación del año. En época de lluvias, se puede producir la lixiviación del suelo donde están los restos fecales y se arrastre por el flujo acuoso aumentando la turbidez y aumentar la probabilidad de transmisión de patógenos tales como coliformes fecales, lo que resulta en un cambio en el agua potable.

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Figura 1. Localización de las granjas muestreadas

El objetivo de este estudio fue determinar la calidad microbiológica del agua potable de granjas cunícolas en la región Portuguesa de Trás-os-Montes.
Para ello se realizó durante los meses de marzo y abril del 2014  en la región Portuguesa de Trás-os-Montes y Alto Douro un estudio en el que se efectuaron 12 tomas de muestras en granjas cunícolas seleccionadas (Figura 1) investigándose en cada una de ellas el origen de la fuente de agua. Las muestras de agua de las explotaciones fueron recogidas en medios asépticos en recipientes esterilizados y mantenidas en temperatura estable en neveras com volúmenes aproximados de 2 L.
Cuando la muestra llegaba al laboratorio el agua era inmediatamente analizada a través de la técnica de membranas filtrantes utilizando un filtro com poros de diámetre de 0,45 μm. Para homogeneizar la muestra del agua se agitaba previamente. Posteriormente se sembraron en medios selectivos como Endo y Slanetz o PDA y se mantenían a 22ºC y 37ºC para su crecimiento.

Resultados

En el muestreo del agua de consumo se apreció que mayoritariamente (58%) provenían de pozos, el 25% de la red pública y el 17%  de minas (Figura 2).

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Figura 2. Orígen del agua suministrada a las explotaciones cunícolas.

Los resultados obtenidos de los análisis microbiológicos del agua de consumo de los conejos fueron todos negativos de coliformes totales, coliformes fecales (Escherichia coli) y estreptococos fecales (Enterococcus spp.). Del mismo modo en todas las muestras el número total de microrganismos a 22ºC fue inferior a 100 UFC/mL y a 37ºC fueron menores de 10 UFC/mL. Unos resultados excelentes que permite decir que las aguas sumunistradas a las granjas son adecuadas para el consumo (Tabla 1).

En el control microbiológico del agua se supone que el aislamiento de microorganismos coliformes fecales tales como Escherichia coli indican una contaminación fecal relativamente reciente en el tiempo y en el espacio, como podría darse el caso en pozos con contaminaciones intermitentes. Los enterococos son indicadores por otro lado de contaminaciones fecales más remotas que Clostridium perfringens, que si se observan   esporulados son indicadores de contaminaciones más antiguas y continuadas. Estos problemas de contaminación se resuelven con relativa facilidad mediante el uso de biocidas que eliminan los agentes indeseables del agua al adiciónarlos en el agua de bebida en cantidades moderadas y vigilando siempre no administrar en exceso

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Tabla 1. Resultados de calidad microbiológica del agua en granjas cunícolas de la región Portuguesa de  Trás-os-Montes y Alto Douro.

El resultado del presente estudio demuestra una situación muy favorable de la calidad delagua suministrada a las granjas cunícolas muestreadas. Con todo, puede darse facilmente que no haya relación entre la calidad del agua que beben los conejos y la suministrada por contaminaciones posteriores en los depósitos y tuberías del interior de la granja, debiendo también considerarse que el número de muestras y explotaciones es reducido,siendo por tanto necesario realizar estudios más completos de la calidad del agua suministrada dentro de las instalaciones para conocer la situación real de la calidad de agua que beben los animales.

Agradecimientos

El trabajo há sido apoyado por el proyecto de investigación estratégica PEst-OE/AGR/UI0772/2014 y financiado por la Fundação para a Ciência e Tecnologia (FCT). Agradecemos a los proprietarios de las explotaciones cunícolas y a los técnicos del Laboratório de microbiologia médica do Departamento de Ciências Veterinárias da UTAD por la colaboración en el trabajo.

Por Coelho A.C.1, Pinheiro V.2*
1 Dept. de Ciências Veterinárias, CECAV, Universidade de Trás-os-Montes e Alto Douro (UTAD), 5001-801 Vila Real, Portugal.
2 Dept. de Zootecnia, CECAV, Universidade de Trás-os-Montes e Alto Douro (UTAD), 5001-801 Vila Real, Portugal.

jueves, 13 de noviembre de 2014

ESPAÑA: Listado de vacunas registradas contra la mixomatosis


El abánico de vacunas disponibles para combatir la mixomatosis es muy amplio abarcando varios laboratorios, cepas y tipos de virus
Son muchas las opciones que disponemos de vacunas para combatir la mixomatosis provenientes tanto de vacunas homólogas como heterólogas así como diferentes laboratorios que las comercializan.

Siempre hablamos de vacunas vivas -no existen vacunas inactivadas o “muertas” contra la mixomatosis- en dos formatos: vacunas heterólogas y vacunas homólogas.

Las vacunas heterólogas son vacunas confeccionadas con virus del Fibroma de Shope, virus que presenta mucha similitud con el de mixomatosis y confieren inmunidad cruzada. Son vacunas que generalmente aportan un nivel inmunitario inferior pero también tienen menos reacciones vacunales en los animales. Son vacunas cuyouso habitual se da en zonas de baja incidéncia de mixomatosis o como medida preventiva en cebaderos.

NombreLaboratorioPresentación y dosisComposición
FibrolapLaboratorios Ovejero S.A.50 dosis 
0,5 ml/animal subcutánea
0,1 ml/animal intradérmica
Virus vivo del Fibroma de Shope cepa ATCC VR-112. ≥ 103DICC50 por dosis.
Mixohipra  FSALaboratorios Hipra S.A.10, 25 y 50 dosis 
0,5 ml/animal subcutánea
0,1 ml/animal intradérmica
Virus vivo del Fibroma de Shope cepa ATCC VR-112. ≥ 103DICC50 por dosis.
MixovacZoetis Spain S.L.U.20 y 40 dosis 
0,5 ml/animal subcutánea
0,1 ml/animal intradérmica
Virus vivo de Fibroma de Shope=103 TCID50.

Las vacunas homólogas son vacunas realizadas a partir de virus de mixomatosis (o Sanarelli) propiamente. Son vacunas altamente inmunizadoras y su uso se da generalmente en zonas de elevado riesgo.

NombreLaboratorioPresentación y dosisComposición
Mixohipra HLaboratorios Hipra S.A.25 y 40 dosis 
0,5 ml/animal subcutáneo
0,1 ml/animal intradérmico
Virus de la mixomatosis (Sanarelli) vivo atenuado, cepa VMI30: ≥ 103 DICT50
PoxlapLaboratorios Ovejero S.A.25 y 40 dosis 
0,5 ml/animal subcutáneo
0,1 ml/animal intradérmico
Virus vivo atenuado de la Mixomatosis, cepa atenuada LEÓN 162: ≥ 102,5 DICC50 por dosis.
Nobivac myxo-RHDMSD animal Health1 y 50 dosis 
dosis depende formato,de 1 ml a 0,2 ml por animal
Virus de mixoma vectorizado con RHD vivo, cepa 009: ≥10y ≤106,1 UFF
DercunimixLaboratorios Merial1, 20 y 40 dosis 
0,2 ml/animal intradérmico
Virus de la mixomatosis atenuado, cepa SG33, mínimo: 2,7 log10 DICC50.
Virus de la Enfermedad Vírica Hemorrágica (VHD) inactivado, cepa AG88 5 DP90
DervaximyxoLaboratorios Merial40 dosis 
0,1ml / animal intradérmico
Virus de la mixomatosis atenuado, cepa SG33, mínimo: 2,7 log10 DICC50